Please wait a minute...
Shopping Cart Email List Chinese
Advanced Search Fig/Tab
Frontiers of Chemical Science and Engineering

ISSN 2095-0179

ISSN 2095-0187(Online)

CN 11-5981/TQ

Postal Subscription Code 80-969

2018 Impact Factor: 2.809

Featured Articles  |  Most Downloaded  |  Most Reading
Online Submission Subscribe to Our RSS Content Feed
Front. Chem. Sci. Eng.    2015, Vol. 9 Issue (3) : 308-316    https://doi.org/10.1007/s11705-015-1521-7
REVIEW ARTICLE
Cyanobacterial photo-driven mixotrophic metabolism and its advantages for biosynthesis
Ni Wan1,Mary Abernathy1,Joseph Kuo-Hsiang Tang2,Yinjie J. Tang1,Le You1,*()
1. Department of Energy, Environmental and Chemical Engineering, Washington University, St. Louis, MO 63130, USA
2. Biodesign Institute, Arizona State University, Tempe, AZ 85281, USA
 Download: PDF(1167 KB)   HTML
 Export: BibTeX | EndNote | Reference Manager | ProCite | RefWorks
Abstract

Cyanobacterium offers a promising chassis for phototrophic production of renewable chemicals. Although engineered cyanobacteria can achieve similar product carbon yields as heterotrophic microbial hosts, their production rate and titer under photoautotrophic conditions are 10 to 100 folds lower than those in fast growing E. coli. Cyanobacterial factories face three indomitable bottlenecks. First, photosynthesis has limited ATP and NADPH generation rates. Second, CO2 fixation by ribulose-1,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase (RuBisCO) has poor efficiency. Third, CO2 mass transfer and light supply are deficient within large photobioreactors. On the other hand, cyanobacteria may employ organic substrates to promote phototrophic cell growth, N2 fixation, and metabolite synthesis. The photo-fermentations show enhanced photosynthesis, while CO2 loss from organic substrate degradation can be reused by the Calvin cycle. In addition, the plasticity of cyanobacterial pathways (e.g., oxidative pentose phosphate pathway and the TCA cycle) has been recently revealed to facilitate the catabolism. The use of cyanobacteria as “green E. coli” could be a promising route to develop robust photo-biorefineries.
Keywords CO2 mass transfer      N2 fixation      photosystem      RuBisCO      the TCA cycle     
Corresponding Author(s): Le You   
Online First Date: 30 July 2015    Issue Date: 30 September 2015
 Cite this article:   
Mary Abernathy,Joseph Kuo-Hsiang Tang,Yinjie J. Tang, et al. Cyanobacterial photo-driven mixotrophic metabolism and its advantages for biosynthesis[J]. Front. Chem. Sci. Eng., 2015, 9(3): 308-316.
 URL:  
https://academic.hep.com.cn/fcse/EN/10.1007/s11705-015-1521-7
https://academic.hep.com.cn/fcse/EN/Y2015/V9/I3/308
Fig.1  Carbon and energy metabolism in cyanobacteria. Left: central carbon metabolism and product synthesis. Right: the electron transport flow in thylakoid membranes [8,9]. PBSs: light harvesting antenna phycobilisomes; Cyt b6f: cytochrome b6f complex; PSI: photosystem I; PSII: photosystem II
Fig.2  Comparison of biofuel production in cyanobacteria versus E. coli. Yields for cyanobacteria were calculated by milligrams of carbon from the product/ grams of total carbon fixation. We assume carbon content was approximately 50% of the biomass. Yields for E. coli are calculated by gram of product per gram of glucose used in the culture media. The data is collected from published reports [20,21,54–60]. We assume that an OD730/600 of 1 is equal to 0.4 g of cell weight.
Fig.3  Cyanobacterial FBA predictions of photoautotrophic and photomixotrophic growth. (a) Panel shows the growth under the photoautotrophic condition. The mixotrophic conditions are constrained by glucose uptake rate of (b) 0.38 mmol·gDW−1·h−1, (c) 1 mmol·gDW−1·h−1 or (d) 2 mmol·gDW−1·h−1. The flux distributions are obtained by maximizing the biomass objective function [3].
Fig.4  FBA prediction of cyanobacterial lactate production under (a) photoautotrophic and (b) photomixotrophic conditions. Growth rates under both photoautotrophic and photomixotrophic conditions are fixed as 0.02 h−1. The photomixotrophic condition is constrained by glucose uptake rate as 0.38 mmol·gDW−1·h−1. The flux results are obtained by maximizing the D-lactate production
1 Tomitani  A, Knoll  A H, Cavanaugh  C M, Ohno  T. The evolutionary diversification of cyanobacteria: Molecular-phylogenetic and paleontological perspectives. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2006, 103(14): 5442–5447
2 Yu  Y, You  L, Liu  D, Hollinshead  W, Tang  Y J, Zhang  F. Development of Synechocystis sp. PCC 6803 as a phototrophic cell factory. Marine Drugs, 2013, 11(8): 2894–2916
3 Nogales  J, Gudmundsson  S, Knight  E M, Palsson  B O, Thiele  I. Detailing the optimality of photosynthesis in cyanobacteria through systems biology analysis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2012, 109(7): 2678–2683
4 Liu  H, Zhang  H, Niedzwiedzki  D M, Prado  M, He  G, Gross  M L, Blankenship  R E. Phycobilisomes supply excitations to both photosystems in a megacomplex in cyanobacteria. Science, 2013, 342(6162): 1104–1107
5 Vermaas  W F. Photosynthesis and respiration in cyanobacteria. Encyclopedia of Life Sciences, 2001: 245–251
6 Iwai  M, Takizawa  K, Tokutsu  R, Okamuro  A, Takahashi  Y, Minagawa  J. Isolation of the elusive supercomplex that drives cyclic electron flow in photosynthesis. Nature, 2010, 464(7292): 1210–1213
7 Fork  D C, Herbert  S K. Electron transport and photophosphorylation by Photosystem I in vivo in plants and cyanobacteria. Photosynthesis Research, 1993, 36(3): 149–168
8 Campbell  D, Hurry  V, Clarke  A K, Gustafsson  P, Öquist  G. Chlorophyll fluorescence analysis of cyanobacterial photosynthesis and acclimation. Microbiology and Molecular Biology Reviews, 1998, 62(3): 667–683
9 Hasunuma  T, Matsuda  M, Senga  Y, Aikawa  S, Toyoshima  M, Shimakawa  G, Miyake  C, Kondo  A. Overexpression of flv3 improves photosynthesis in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803 by enhancement of alternative electron flow. Biotechnology for Biofuels, 2014, 7(1): 493
10 Nishiyama  Y, Allakhverdiev  S I, Yamamoto  H, Hayashi  H, Murata  N. Singlet oxygen inhibits the repair of photosystem II by suppressing the translation elongation of the D1 protein in Synechocystis sp. PCC 6803. Biochemistry, 2004, 43(35): 11321–11330
11 Noguchi  T. Dual role of triplet localization on the accessory chlorophyll in the Photosystem II reaction center: Photoprotection and photodamage of the D1 protein. Plant & Cell Physiology, 2002, 43(10): 1112–1116
12 Aro  E M, Virgin  I, Andersson  B. Photoinhibition of photosystem II. Inactivation, protein damage and turnover. Bioenergetics, 1993, 1143(2): 113–134
13 Page  L E, Liberton  M, Pakrasi  H B. Reduction of photoautotrophic productivity in the cyanobacterium Synechocystis sp. strain PCC 6803 by phycobilisome antenna truncation. Applied and Environmental Microbiology, 2012, 78(17): 6349–6351
14 Joseph  A, Aikawa  S, Sasaki  K, Matsuda  F, Hasunuma  T, Kondo  A. Increased biomass production and glycogen accumulation in apcE gene deleted Synechocystis sp. PCC 6803. AMB Express, 2014, 4(17): 1–6
15 Haverkamp  T H, Schouten  D, Doeleman  M, Wollenzien  U, Huisman  J, Stal  L J. Colorful microdiversity of Synechococcus strains (picocyanobacteria) isolated from the Baltic Sea. ISME Journal, 2009, 3(4): 397–408
16 Gan  F, Zhang  S, Rockwell  N, Martin  S, Lagarias  J, Bryant  D. Extensive remodeling of a cyanobacterial photosynthetic apparatus in far-red light. Science, 2014, 345(6202): 1312–1317
17 Nogales  J, Gudmundsson  S, Thiele  I. Toward systems metabolic engineering in cyanobacteria. Bioengineered, 2013, 4(3): 158–163
18 Blankenship  R E, Tiede  D M, Barber  J, Brudvig  G W, Fleming  G, Ghirardi  M, Gunner  M R, Junge  W, Kramer  D M, Melis  A, Moore  T A, Moser  C C, Nocera  D G, Nozik  A J, Ort  D R, Parson  W W, Prince  R C, Sayre  R T. Comparing photosynthetic and photovoltaic efficiencies and recognizing the potential for improvement. Science, 2011, 332(6031): 805–809
19 Kamennaya  N A, Ahn  S E, Park  H, Bartal  R, Sasaki  K A, Holman  H Y, Jansson  C. Installing extra bicarbonate transporters in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC6803. Enhances biomass production. Metabolic Engineering, 2015, 29: 76–85
20 Ruffing  A M. Improved free fatty acid production in cyanobacteria with Synechococcus sp. PCC 7002 as host. Synthetic Biology, 2014, 2(17): 1–10
21 Atsumi  S, Higashide  W, Liao  J C. Direct photosynthetic recycling of carbon dioxide to isobutyraldehyde. Nature Biotechnology, 2009, 27(12): 1177–1180
22 Oliver  J W K, Atsumi  S. A carbon sink pathway increases carbon productivity in cyanobacteria. Metabolic Engineering, 2015, 29: 106–112
23 Zehr  J P. Nitrogen fixation by marine cyanobacteria. Trends in Microbiology, 2011, 19(4): 162–173
24 Eisbrenner  G, Bothe  H. Modes of electron transfer from molecular hydrogen in Anabaena cylindrica. Archives of Microbiology, 1979, 123(1): 37–45
25 Osanai  T, Oikawa  A, Iijima  H, Kuwahara  A, Asayama  M, Tanaka  K, Ikeuchi  M, Saito  K, Hirai  M Y. Metabolomic analysis reveals rewiring of Synechocystis?sp. PCC 6803 primary metabolism by ntcA overexpression. Environmental Microbiology, 2014, 16(10): 3304–3317
26 Dutta  D, De  D, Chaudhuri  S, Bhattacharya  S. Hydrogen production by cyanobacteria. Microbial Cell Factories, 2005, 4(1): 36
27 Tang  K H, Tang  Y J, Blankenship  R E. Carbon metabolic pathways in phototrophic bacteria and their broader evolutionary implications. Frontiers in Microbiology, 2011, 2: 165
28 Wang  X, Modak  H V, Tabita  F R. Photolithoautotrophic growth and control of CO2 fixation in Rhodobacter sphaeroides and Rhodospirillum rubrum in the absence of ribulose bisphosphate carboxylase-oxygenase. Journal of Bacteriology, 1993, 175(21): 7109–7114
29 Herter  S, Farfsing  J, Gad’On  N, Rieder  C, Eisenreich  W, Bacher  A, Fuchs  G. Autotrophic CO2 fixation by Chloroflexus aurantiacus: Study of glyoxylate formation and assimilation via the 3-hydroxypropionate cycle. Journal of Bacteriology, 2001, 183(14): 4305–4316
30 Nakajima  T, Kajihata  S, Yoshikawa  K, Matsuda  F, Furusawa  C, Hirasawa  T, Shimizu  H. Integrated metabolic flux and omics analysis of Synechocystis sp. PCC 6803 under mixotrophic and photoheterotrophic conditions. Plant & Cell Physiology, 2014, 55(9): 1605–1612
31 Young  J D, Shastri  A A, Sephanopoulos  G, Morgan  J A. Mapping photoautotrophic metabolism with isotopically nonstationary 13C flux analysis. Metabolic Engineering, 2011, 13(6): 656–665
32 Yang  C, Hua  Q, Shimizu  K. Metabolic flux analysis in Synechocystis using isotope distribution from 13C-labeled glucose. Metabolic Engineering, 2002, 4(3): 202–216
33 You  L, Berla  B, He  L, Pakrasi  H B, Tang  Y J. 13C-MFA delineates the photomixotrophic metabolism of Synechocystis sp. PCC 6803 under light- and carbon-sufficient conditions. Biotechnology Journal, 2014, 9(5): 684–692
34 Anderson  S, McIntosh  L. Light-activated heterotrophic growth of the cyanobacterium Synechocystis sp. strain PCC 6803: A blue-light-requiring process. Journal of Bacteriology, 1991, 173: 2761–2767
35 Gao  L, Shen  C, Liao  L, Huang  X, Liu  K, Wang  W, Guo  L, Jin  W, Huang  F, Xu  W, Wang  Y. Functional proteomic discovery of Slr0110 as a central regulator of carbohydrate metabolism in Synechocystis Species PCC6803. Molecular & Cellular Proteomics, 2014, 13(1): 204–219
36 Zhang  S, Bryant  D A. The tricarboxylic acid cycle in cyanobacteria. Science, 2011, 334(6062): 1551–1553
37 Xiong  W, Brune  D, Vermaas  W F. The γ-aminobutyric acid shunt contributes to closing the tricarboxylic acid cycle in Synechocystis sp. PCC 6803. Molecular Microbiology, 2014, 93(4): 786–796
https://doi.org/10.1111/mmi.12699
38 Yan  R, Zhu  D, Zhang  Z, Zeng  Q, Chu  J. Carbon metabolism and energy conversion of Synechococcus sp. PCC 7942 under mixotrophic conditions: Comparison with photoautotrophic condition. Journal of Applied Phycology, 2012, 24(4): 657–668
39 You  L, He  L, Tang  Y J. The photoheterotrophic fluxome in Synechocystis sp. PCC 6803 and its implications for cyanobacterial bioenergetics. Journal of Bacteriology, 2015, 197(5): 943–950
40 Tang  K H, Blankenship  R E. Photosynthetic electron transport. In: Encyclopedia of Biophysics. Berlin: Springer-Verlag, 2013, 1868–1873
41 Monshupanee  T, Incharoensakdi  A. Enhanced accumulation of glycogen, lipids and polyhydroxybutyrate under optimal nutrients and light intensities in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Journal of Applied Microbiology, 2014, 116(4): 830–838
42 Aikawa  S, Nishida  A, Ho  S H, Chang  J S, Hasunuma  T, Kondo  A. Glycogen production for biofuels by the euryhaline cyanobacteria Synechococcus sp. strain PCC 7002 from an oceanic environment. Biotechnology for Biofuels, 2014, 7(1): 88
43 Stockel  J, Welsh  E A, Liberton  M, Kunnvakkam  R, Aurora  R, Pakrasi  H B. Global transcriptomic analysis of Cyanothece 51142 reveals robust diurnal oscillation of central metabolic processes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2008, 105(16): 6156–6161
44 Li  X, Shen  C R, Liao  J C. Isobutanol production as an alternative metabolic sink to rescue the growth deficiency of the glycogen mutant of Synechococcus elongatus PCC 7942. Photosynthesis Research, 2014, 120(3): 301–310
45 van der Woude  A D, Angermayr  S A, Veetil  V P, Osnato  A, Hellingwerf  K J. Carbon sink removal: Increased photosynthetic production of lactic acid by Synechocystis sp. PCC 6803 in a glycogen storage mutant. Journal of Biotechnology, 2014, 184: 100–102
46 Yu  J, Liberton  M, Cliften  P F, Head  R D, Jacobs  J M, Smith  R D, Koppenaal  D W, Brand  J J, Pakrasi  H B. Synechococcus elongatus UTEX 2973, a fast growing cyanobacterial chassis for biosynthesis using light and CO2. Scientific Reports, 2014, 5: 8132
47 Varman  A, Yu  Y, You  L, Tang  Y. Photoautotrophic production of D-lactic acid in an engineered cyanobacterium. Microbial Cell Factories, 2013, 12(1): 117
48 Bandyopadhyay  A, Stöckel  J, Min  H, Sherman  L A, Pakrasi  H B. High rates of photobiological H2 production by a cyanobacterium under aerobic conditions. Nature Communications, 2010, 1(9): 139
49 Feng  X, Bandyopadhyay  A, Berla  B, Page  L, Wu  B, Pakrasi  H B, Tang  Y J. Mixotrophic and photoheterotrophic metabolism in Cyanothece sp. ATCC 51142 under continuous light. Microbiology, 2010, 156(8): 2566–2574
50 Alagesan  S, Gaudana  S, Sinha  A, Wangikar  P. Metabolic flux analysis of Cyanothece sp. ATCC 51142 under mixotrophic conditions. Photosynthesis Research, 2013, 118(1–2): 191–198
51 Evans  M C, Buchanan  B B, Arnon  D I. A new ferredoxin-dependent carbon reduction cycle in a photosynthetic bacterium. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 1966, 55(4): 928–934
52 Herter  S, Fuchs  G, Bacher  A, Eisenreich  W. A bicyclic autotrophic CO2 fixation pathway in Chloroflexus aurantiacus. Journal of Biological Chemistry, 2002, 277(23): 20277–20283
53 Scholz  I, Lange  S J, Hein  S, Hess  W R, Backofen  R. CRISPR-Cas systems in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC6803 exhibit distinct processing pathways involving at least two Cas6 and a Cmr2 protein. PLoS One, 2013, 8(2): e56470
54 Gao  Z, Zhao  H, Li  Z, Tan  X, Lu  X. Photosynthetic production of ethanol from carbon dioxide in genetically engineered cyanobacteria. Energy & Environmental Science, 2012, 5(12): 9857–9865
55 Trinh  C T, Unrean  P, Srienc  F. Minimal Escherichia coli cell for the most efficient production of ethanol from hexoses and pentoses. Applied and Environmental Microbiology, 2008, 74(12): 3634–3643
56 Baez  A, Cho  K M, Liao  J. High-flux isobutanol production using engineered Escherichia coli: A bioreactor study with in situ product removal. Applied Microbiology and Biotechnology, 2011, 90(5): 1681–1690
57 Tan  X, Yao  L, Gao  Q, Wang  W, Qi  F, Lu  X. Photosynthesis driven conversion of carbon dioxide to fatty alcohols and hydrocarbons in cyanobacteria. Metabolic Engineering, 2011, 13(2): 169–176
58 Zheng  Y N, Li  L L, Liu  Q, Yang  J M, Wang  X W, Liu  W, Xu  X, Liu  H, Zhao  G, Xian  M. Optimization of fatty alcohol biosynthesis pathway for selectively enhanced production of C12/14 and C16/18 fatty alcohols in engineered Escherichia coli. Microbial Cell Factories, 2012, 11(1): 65
59 Wang  W, Liu  X, Lu  X. Engineering cyanobacteria to improve photosynthetic production of alkanes. Biotechnology for Biofuels, 2013, 6(1): 69
60 Schirmer  A, Rude  M A, Li  X, Popova  E, Del Cardayre  S B. Microbial biosynthesis of alkanes. Science, 2010, 329(5991): 559–562
61 He  L, Xiao  Y, Gebreselassie  N, Zhang  F, Antoniewicz  M R, Tang  Y J, Peng  L. Central metabolic responses to the overproduction of fatty acids in Escherichia coli based on 13C-metabolic flux analysis. Biotechnology and Bioengineering, 2014, 111(3): 575–585
62 Xiong  W, Morgan  J A, Ungerer  J, Wang  B, Maness  P C, Yu  J. The plasticity of cyanobacterial metabolism supports direct CO2 conversion to ethylene. Nature Plants, 2015: 15053
Viewed
Full text


Abstract

Cited
  Shared   
  Discussed