Please wait a minute...
Shopping Cart Email List Chinese
Advanced Search Fig/Tab
Quantitative Biology

ISSN 2095-4689

ISSN 2095-4697(Online)

CN 10-1028/TM

Postal Subscription Code 80-971

Featured Articles  |  Most Downloaded  |  Most Reading
Online Submission Subscribe to Our RSS Content Feed
Quant. Biol.    2018, Vol. 6 Issue (1) : 68-84    https://doi.org/10.1007/s40484-018-0130-0
RESEARCH ARTICLE
Deciphering the protein-DNA code of bacterial winged helix-turn-helix transcription factors
Adam P. Joyce1, James J. Havranek2()
1. Program in Developmental, Regenerative, and Stem Cell Biology, Washington University in St. Louis, St. Louis, MO 63110, USA
2. Department of Biochemistry and Molecular Biophysics, Washington University in St. Louis, St. Louis, MO 63110, USA
 Download: PDF(4347 KB)   HTML
 Export: BibTeX | EndNote | Reference Manager | ProCite | RefWorks
Abstract

Background: Sequence-specific binding by transcription factors (TFs) plays a significant role in the selection and regulation of target genes. At the protein:DNA interface, amino acid side-chains construct a diverse physicochemical network of specific and non-specific interactions, and seemingly subtle changes in amino acid identity at certain positions may dramatically impact TF:DNA binding. Variation of these specificity-determining residues (SDRs) is a major mechanism of functional divergence between TFs with strong structural or sequence homology.

Methods: In this study, we employed a combination of high-throughput specificity profiling by SELEX and Spec-seq, structural modeling, and evolutionary analysis to probe the binding preferences of winged helix-turn-helix TFs belonging to the OmpR sub-family in Escherichia coli.

Results: We found that E. coli OmpR paralogs recognize tandem, variably spaced repeats composed of “GT-A” or “GCT”-containing half-sites. Some divergent sequence preferences observed within the “GT-A” mode correlate with amino acid similarity; conversely, “GCT”-based motifs were observed for a subset of paralogs with low sequence homology. Direct specificity profiling of a subset of OmpR homologues (CpxR, RstA, and OmpR) as well as predicted “SDR-swap” variants revealed that individual SDRs may impact sequence preferences locally through direct contact with DNA bases or distally via the DNA backbone.

Conclusions: Overall, our work provides evidence for a common structural “code” for sequence-specific wHTH-DNA interactions, and demonstrates that surprisingly modest residue changes can enable recognition of highly divergent sequence motifs. Further examination of SDR predictions will likely reveal additional mechanisms controlling the evolutionary divergence of this important class of transcriptional regulators.
Keywords transcription factor      SELEX      winged helix-turn-helix      specificity determinants      two-component signaling     
Corresponding Author(s): James J. Havranek   
Online First Date: 26 February 2018    Issue Date: 08 March 2018
 Cite this article:   
Adam P. Joyce,James J. Havranek. Deciphering the protein-DNA code of bacterial winged helix-turn-helix transcription factors[J]. Quant. Biol., 2018, 6(1): 68-84.
 URL:  
https://academic.hep.com.cn/qb/EN/10.1007/s40484-018-0130-0
https://academic.hep.com.cn/qb/EN/Y2018/V6/I1/68
Fig.1  Diverse residue contacts and DNA shape at the protein-DNA interface for OmpR family response regulators.
Fig.2  Lineage-independent multi-specificity of eRRs.
Fig.3  Variation in half-site recognition by OmpR family orthologs.
Fig.4  
Fig.5  Sequence- and structure-based identification of specificity-determining residues at the protein-DNA interface.
Fig.6  Quantitative determination of binding specificity for recognition helix (RH) variants in the CpxR and OmpR proteins.
RR, response regulator
eRR, E. coli OmpR family response regulator
HK, histidine kinase
TCSP, two-component signal pathway
DBD, DNA-binding domain
wHTH, winged helix-turn-helix
SDR, specificity-determining residue
α1, alpha helix 1
W, wing
RH, recognition helix
TF, transcription factor
TA, trans-activation loop
PWM, position weight matrix
MI, mutual information
EMSA, electrophoretic mobility shift assay
SELEX, systematic evolution of ligands by exponential enrichment
  
1 Stock, A. M., Robinson,  V. L. and Goudreau, P. N. (2000) Two-component signal transduction. Annu. Rev. Biochem., 69, 183–215
https://doi.org/10.1146/annurev.biochem.69.1.183 pmid: 10966457
2 Laub, M. T. and Goulian, M. (2007) Specificity in two-component signal transduction pathways. Annu. Rev. Genet., 41, 121–145
https://doi.org/10.1146/annurev.genet.41.042007.170548 pmid: 18076326
3 Gao, R., Tao,  Y. and Stock, A. M. (2008) System-level mapping of Escherichia coli response regulator dimerization with FRET hybrids. Mol. Microbiol., 69, 1358–1372
https://doi.org/10.1111/j.1365-2958.2008.06355.x pmid: 18631241
4 Skerker, J. M.,  Perchuk, B. S.,  Siryaporn, A.,  Lubin, E. A.,  Ashenberg, O.,  Goulian, M. and  Laub, M. T. (2008) Rewiring the specificity of two-component signal transduction systems. Cell, 133, 1043–1054
https://doi.org/10.1016/j.cell.2008.04.040 pmid: 18555780
5 Galperin, M. Y. (2010) Diversity of structure and function of response regulator output domains. Curr. Opin. Microbiol., 13, 150–159
https://doi.org/10.1016/j.mib.2010.01.005 pmid: 20226724
6 Pérez-Rueda, E.,  Collado-Vides, J. and  Segovia, L. (2004) Phylogenetic distribution of DNA-binding transcription factors in bacteria and archaea. Comput. Biol. Chem., 28, 341–350
https://doi.org/10.1016/j.compbiolchem.2004.09.004 pmid: 15556475
7 Martínez-Hackert, E. and  Stock, A. M. (1997) Structural relationships in the OmpR family of winged-helix transcription factors. J. Mol. Biol., 269, 301–312
https://doi.org/10.1006/jmbi.1997.1065 pmid: 9199401
8 Kenney, L. J. (2002) Structure/function relationships in OmpR and other winged-helix transcription factors. Curr. Opin. Microbiol., 5, 135–141
https://doi.org/10.1016/S1369-5274(02)00310-7 pmid: 11934608
9 Toro-Roman, A., Wu,  T. and Stock, A. M. (2005) A common dimerization interface in bacterial response regulators KdpE and TorR. Protein Sci., 14, 3077–3088
https://doi.org/10.1110/ps.051722805 pmid: 16322582
10 Blanco, A. G.,  Sola, M.,  Gomis-Rüth, F. X. and  Coll, M. (2002) Tandem DNA recognition by PhoB, a two-component signal transduction transcriptional activator. Structure, 10, 701–713
https://doi.org/10.1016/S0969-2126(02)00761-X pmid: 12015152
11 Mattison, K., Oropeza,  R., Byers, N. and  Kenney, L. J. (2002) A phosphorylation site mutant of OmpR reveals different binding conformations at ompF and ompC. J. Mol. Biol., 315, 497–511
https://doi.org/10.1006/jmbi.2001.5222 pmid: 11812125
12 Flores-Valdez, M. A.,  Fernández-Mora, M.,  Ares, M. Á.,  Girón, J. A.,  Calva, E. and  De la Cruz, M. Á. (2014) OmpR phosphorylation regulates ompS1 expression by differentially controlling the use of promoters. Microbiology, 160, 733–741
https://doi.org/10.1099/mic.0.071381-0 pmid: 24440835
13 Head, C. G., Tardy,  A. and Kenney, L. J. (1998) Relative binding affinities of OmpR and OmpR-phosphate at the ompF and ompC regulatory sites. J. Mol. Biol., 281, 857–870
https://doi.org/10.1006/jmbi.1998.1985 pmid: 9719640
14 Narayanan, A., Paul,  L. N., Tomar, S.,  Patil, D. N.,  Kumar, P. and  Yernool, D. A. (2012) Structure-function studies of DNA binding domain of response regulator KdpE reveals equal affinity interactions at DNA half-sites. PLoS One, 7, e30102
https://doi.org/10.1371/journal.pone.0030102 pmid: 22291906
15 Walthers, D., Tran,  V. K. and Kenney, L. J. (2003) Interdomain linkers of homologous response regulators determine their mechanism of action. J. Bacteriol., 185, 317–324
https://doi.org/10.1128/JB.185.1.317-324.2003 pmid: 12486069
16 Kim, S., Broströmer,  E., Xing, D.,  Jin, J.,  Chong, S.,  Ge, H., Wang,  S., Gu, C.,  Yang, L.,  Gao, Y. Q., et al. (2013) Probing allostery through DNA. Science, 339, 816–819
https://doi.org/10.1126/science.1229223 pmid: 23413354
17 Clarke, M. B. and  Sperandio, V. (2005) Transcriptional regulation of flhDC by QseBC and σ  28 (FliA) in enterohaemorrhagic Escherichia coli. Mol. Microbiol., 57, 1734–1749
https://doi.org/10.1111/j.1365-2958.2005.04792.x pmid: 16135237
18 Ishihama, A., Shimada,  T. and Yamazaki, Y. (2016) Transcription profile of Escherichia coli: genomic SELEX search for regulatory targets of transcription factors. Nucleic Acids Res., 44, 2058–2074
https://doi.org/10.1093/nar/gkw051 pmid: 26843427
19 Ogasawara, H., Hasegawa,  A., Kanda, E.,  Miki, T.,  Yamamoto, K. and  Ishihama, A. (2007) Genomic SELEX search for target promoters under the control of the PhoQP-RstBA signal relay cascade. J. Bacteriol., 189, 4791–4799
https://doi.org/10.1128/JB.00319-07 pmid: 17468243
20 Shimada, T., Takada,  H., Yamamoto, K. and  Ishihama, A. (2015) Expanded roles of two-component response regulator OmpR in Escherichia coli: genomic SELEX search for novel regulation targets. Genes Cells, 20, 915–931
https://doi.org/10.1111/gtc.12282 pmid: 26332955
21 Ogasawara, H., Shinohara,  S., Yamamoto, K. and  Ishihama, A. (2012) Novel regulation targets of the metal-response BasS-BasR two-component system of Escherichia coli. Microbiology, 158, 1482–1492
https://doi.org/10.1099/mic.0.057745-0 pmid: 22442305
22 Park, D. M., Akhtar,  M. S., Ansari, A. Z.,  Landick, R. and  Kiley, P. J. (2013) The bacterial response regulator ArcA uses a diverse binding site architecture to regulate carbon oxidation globally. PLoS Genet., 9, e1003839
https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1003839 pmid: 24146625
23 Yang, C., Huang,  T. W., Wen, S. Y.,  Chang, C. Y.,  Tsai, S. F.,  Wu, W. F. and  Chang, C. H. (2012) Genome-wide PhoB binding and gene expression profiles reveal the hierarchical gene regulatory network of phosphate starvation in Escherichia coli. PLoS One, 7, e47314
https://doi.org/10.1371/journal.pone.0047314 pmid: 23071782
24 Nishino, K., Honda,  T. and Yamaguchi, A. (2005) Genome-wide analyses of Escherichia coli gene expression responsive to the BaeSR two-component regulatory system. J. Bacteriol., 187, 1763–1772
https://doi.org/10.1128/JB.187.5.1763-1772.2005 pmid: 15716448
25 De Wulf, P., McGuire,  A. M., Liu, X. and  Lin, E. C. (2002) Genome-wide profiling of promoter recognition by the two-component response regulator CpxR-P in Escherichia coli. J. Biol. Chem., 277, 26652–26661
https://doi.org/10.1074/jbc.M203487200 pmid: 11953442
26 Harlocker, S. L.,  Bergstrom, L. and  Inouye, M. (1995) Tandem binding of six OmpR proteins to the ompF upstream regulatory sequence of Escherichia coli. J. Biol. Chem., 270, 26849–26856
https://doi.org/10.1074/jbc.270.45.26849 pmid: 7592927
27 Batchelor, E., Walthers,  D., Kenney, L. J. and  Goulian, M. (2005) The Escherichia coli CpxA-CpxR envelope stress response system regulates expression of the porins ompF and ompC. J. Bacteriol., 187, 5723–5731
https://doi.org/10.1128/JB.187.16.5723-5731.2005 pmid: 16077119
28 Ogasawara, H., Yamada,  K., Kori, A.,  Yamamoto, K. and  Ishihama, A. (2010) Regulation of the Escherichia coli csgD promoter: interplay between five transcription factors. Microbiology, 156, 2470–2483
https://doi.org/10.1099/mic.0.039131-0 pmid: 20466769
29 Feldheim, Y. S.,  Zusman, T.,  Speiser, Y. and  Segal, G. (2016) The Legionella pneumophila CpxRA two-component regulatory system: new insights into CpxR’s function as a dual regulator and its connection to the effectors regulatory network. Mol. Microbiol., 99, 1059–1079
https://doi.org/10.1111/mmi.13290 pmid: 26713766
30 Wang, X., Gao,  H., Shen, Y.,  Weinstock, G. M.,  Zhou, J. and  Palzkill, T. (2008) A high-throughput percentage-of-binding strategy to measure binding energies in DNA-protein interactions: application to genome-scale site discovery. Nucleic Acids Res., 36, 4863–4871
https://doi.org/10.1093/nar/gkn477 pmid: 18653527
31 Park, D. M. and Kiley, P. J. (2014) The influence of repressor DNA binding site architecture on transcriptional control. MBio, 5, e01684–14
https://doi.org/10.1128/mBio.01684-14 pmid: 25161193
32 Nowak-Lovato, K. L.,  Hickmott, A. J.,  Maity, T. S.,  Bulyk, M. L.,  Dunbar, J. and  Hong-Geller, E. (2012) DNA binding site analysis of Burkholderia thailandensis response regulators. J. Microbiol. Methods, 90, 46–52
https://doi.org/10.1016/j.mimet.2012.03.019 pmid: 22521922
33 He, X., Wang,  L. and Wang, S. (2016) Structural basis of DNA sequence recognition by the response regulator PhoP in Mycobacterium tuberculosis. Sci. Rep., 6, 24442
https://doi.org/10.1038/srep24442 pmid: 27079268
34 Li, Y.-C., Chang,  C. K., Chang, C.-F.,  Cheng, Y.-H.,  Fang, P.-J.,  Yu, T., Chen,  S.-C., Li, Y.-C.,  Hsiao, C.-D. and  Huang, T. H. (2014) Structural dynamics of the two-component response regulator RstA in recognition of promoter DNA element. Nucleic Acids Res., 42, 8777–8788
https://doi.org/10.1093/nar/gku572 pmid: 24990372
35 Lou, Y. C., Weng,  T. H., Li, Y. C.,  Kao, Y. F.,  Lin, W. F.,  Peng, H. L.,  Chou, S. H.,  Hsiao, C. D. and  Chen, C. (2015) Structure and dynamics of polymyxin-resistance-associated response regulator PmrA in complex with promoter DNA. Nat. Commun., 6, 8838
https://doi.org/10.1038/ncomms9838 pmid: 26564787
36 Narayanan, A., Kumar,  S., Evrard, A. N.,  Paul, L. N. and  Yernool, D. A. (2014) An asymmetric heterodomain interface stabilizes a response regulator-DNA complex. Nat. Commun., 5, 3282
https://doi.org/10.1038/ncomms4282 pmid: 24526190
37 Rhee, J. E., Sheng,  W., Morgan, L. K.,  Nolet, R.,  Liao, X. and  Kenney, L. J. (2008) Amino acids important for DNA recognition by the response regulator OmpR. J. Biol. Chem., 283, 8664–8677
https://doi.org/10.1074/jbc.M705550200 pmid: 18195018
38 Dhiman, A., Rahi,  A., Gopalani, M.,  Bajpai, S.,  Bhatnagar, S. and  Bhatnagar, R. (2017) Role of the recognition helix of response regulator WalR from Bacillus anthracis in DNA binding and specificity. Int. J. Biol. Macromol., 96, 257–264
https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2016.12.037 pmid: 27988294
39 Finn, R. D., Coggill,  P., Eberhardt, R. Y.,  Eddy, S. R.,  Mistry, J.,  Mitchell, A. L.,  Potter, S. C.,  Punta, M.,  Qureshi, M.,  Sangrador-Vegas, A., et al. (2016) The Pfam protein families database: towards a more sustainable future. Nucleic Acids Res., 44, D279–D285
https://doi.org/10.1093/nar/gkv1344 pmid: 26673716
40 Itou, H. and Tanaka,  I. (2001) The OmpR-family of proteins: insight into the tertiary structure and functions of two-component regulator proteins. J. Biochem., 129, 343–350
https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.jbchem.a002863 pmid: 11226872
41 Blanco, A. G.,  Canals, A.,  Bernués, J.,  Solà, M. and  Coll, M. (2011) The structure of a transcription activation subcomplex reveals how s70 is recruited to PhoB promoters. EMBO J., 30, 3776–3785
https://doi.org/10.1038/emboj.2011.271 pmid: 21829166
42 Sandelin, A. and Wasserman, W. W. (2004) Constrained binding site diversity within families of transcription factors enhances pattern discovery bioinformatics. J. Mol. Biol., 338, 207–215
https://doi.org/10.1016/j.jmb.2004.02.048 pmid: 15066426
43 Sloutsky, R. and Naegle, K. M. (2016) High-resolution identification of specificity determining positions in the LacI protein family using ensembles of sub-sampled alignments. PLoS One, 11, e0162579
https://doi.org/10.1371/journal.pone.0162579 pmid: 27681038
44 Liu, X., Brutlag,  D. L. and Liu, J. S. (2001) BioProspector: discovering conserved DNA motifs in upstream regulatory regions of co-expressed genes.  In Biocomputing 2001. pp. 127–138. Singapore: World Scientific Publishing Company 
pmid: 11262934
45 Stormo, G. D. (2013) Modeling the specificity of protein-DNA interactions. Quant. Biol., 1, 115–130
https://doi.org/10.1007/s40484-013-0012-4 pmid: 25045190
46 Schneider, T. D. and  Stephens, R. M. (1990) Sequence logos: a new way to display consensus sequences. Nucleic Acids Res., 18, 6097–6100
https://doi.org/10.1093/nar/18.20.6097 pmid: 2172928
47 Urano, H., Umezawa,  Y., Yamamoto, K.,  Ishihama, A. and  Ogasawara, H. (2015) Cooperative regulation of the common target genes between H2O2-sensing YedVW and Cu2+-sensing CusSR in Escherichia coli. Microbiology, 161, 729–738
https://doi.org/10.1099/mic.0.000026 pmid: 25568260
48 Harari, O., Park,  S. Y., Huang, H.,  Groisman, E. A. and  Zwir, I. (2010) Defining the plasticity of transcription factor binding sites by Deconstructing DNA consensus sequences: the PhoP-binding sites among gamma/enterobacteria. PLoS Comput. Biol., 6, e1000862
https://doi.org/10.1371/journal.pcbi.1000862 pmid: 20661307
49 Cariss, S. J.,  Tayler, A. E. and  Avison, M. B. (2008) Defining the growth conditions and promoter-proximal DNA sequences required for activation of gene expression by CreBC in Escherichia coli. J. Bacteriol., 190, 3930–3939
https://doi.org/10.1128/JB.00108-08 pmid: 18375564
50 Yamamoto, K. and Ishihama, A. (2006) Characterization of copper-inducible promoters regulated by CpxA/CpxR in Escherichia coli. Biosci. Biotechnol. Biochem., 70, 1688–1695
https://doi.org/10.1271/bbb.60024 pmid: 16861804
51 Stormo, G. D.,  Zuo, Z. and  Chang, Y. K. (2015) Spec-seq: determining protein-DNA-binding specificity by sequencing. Brief. Funct. Genomics, 14, 30–38
https://doi.org/10.1093/bfgp/elu043 pmid: 25362070
52 Zuo, Z., Chang,  Y. and Stormo, G. D. (2015) A quantitative understanding of lac repressor’s binding specificity and flexibility. Quant. Biol., 3, 69–80
https://doi.org/10.1007/s40484-015-0044-z pmid: 26752632
53 Zuo, Z. and Stormo,  G. D. (2014) High-resolution specificity from DNA sequencing highlights alternative modes of Lac repressor binding. Genetics, 198, 1329–1343
https://doi.org/10.1534/genetics.114.170100 pmid: 25209146
54 Foat, B. C., Morozov,  A. V. and Bussemaker, H. J. (2006) Statistical mechanical modeling of genome-wide transcription factor occupancy data by MatrixREDUCE. Bioinformatics, 22, e141–e149
https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btl223 pmid: 16873464
55 Zhao, Y. and Stormo,  G. D. (2011) Quantitative analysis demonstrates most transcription factors require only simple models of specificity. Nat. Biotechnol., 29, 480–483
https://doi.org/10.1038/nbt.1893 pmid: 21654662
56 Simonetti, F. L.,  Teppa, E.,  Chernomoretz, A.,  Nielsen, M. and  Marino Buslje, C. (2013) MISTIC: Mutual information server to infer coevolution. Nucleic Acids Res., 41, W8–W14
https://doi.org/10.1093/nar/gkt427 pmid: 23716641
57 Marino Buslje, C.,  Teppa, E.,  Di Doménico, T., Delfino, J. M. and  Nielsen, M. (2010) Networks of high mutual information define the structural proximity of catalytic sites: implications for catalytic residue identification. PLoS Comput. Biol., 6, e1000978
https://doi.org/10.1371/journal.pcbi.1000978 pmid: 21079665
58 Shannon, P., Markiel,  A., Ozier, O.,  Baliga, N. S.,  Wang, J. T.,  Ramage, D.,  Amin, N.,  Schwikowski, B. and  Ideker, T. (2003) Cytoscape: a software environment for integrated models of biomolecular interaction networks. Genome Res., 13, 2498–2504
https://doi.org/10.1101/gr.1239303 pmid: 14597658
59 Capra, E. J., Perchuk,  B. S., Lubin, E. A.,  Ashenberg, O.,  Skerker, J. M. and  Laub, M. T. (2010) Systematic dissection and trajectory-scanning mutagenesis of the molecular interface that ensures specificity of two-component signaling pathways. PLoS Genet., 6, e1001220
https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1001220 pmid: 21124821
60 Mizuno, T. (1987) Static bend of DNA helix at the activator recognition site of the ompF promoter in Escherichia coli. Gene, 54, 57–64
https://doi.org/10.1016/0378-1119(87)90347-7 pmid: 3301541
61 Nakagawa, S., Gisselbrecht,  S. S., Rogers, J. M.,  Hartl, D. L. and  Bulyk, M. L. (2013) DNA-binding specificity changes in the evolution of forkhead transcription factors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 110, 12349–12354
https://doi.org/10.1073/pnas.1310430110 pmid: 23836653
62 He, X. and Wang,  S. (2014) DNA consensus sequence motif for binding response regulator PhoP, a virulence regulator of Mycobacterium tuberculosis. Biochemistry, 53, 8008–8020
https://doi.org/10.1021/bi501019u pmid: 25434965
63 Korostelev, Y. D.,  Zharov, I. A.,  Mironov, A. A.,  Rakhmaininova, A. B. and  Gelfand, M. S. (2016) Identification of position-specific correlations between DNA-binding domains and their binding sites. Application to the MerR family of transcription factors. PLoS One, 11, e0162681
https://doi.org/10.1371/journal.pone.0162681 pmid: 27690309
64 Studier, F. W. (2005) Protein production by auto-induction in high density shaking cultures. Protein Expr. Purif., 41, 207–234
https://doi.org/10.1016/j.pep.2005.01.016 pmid: 15915565
65 Gibson, D. G.,  Young, L.,  Chuang, R. Y.,  Venter, J. C.,  Hutchison, C. A. 3rd and Smith, H. O. (2009) Enzymatic assembly of DNA molecules up to several hundred kilobases. Nat. Methods, 6, 343–345
https://doi.org/10.1038/nmeth.1318 pmid: 19363495
66 Sheridan, R. C.,  McCullough, J. F.,  Wakefield, Z. T.,  Allcock, H. R. and  Walsh, E. J. (2007) Phosphoramidic Acid and its Salts Inorganic Syntheses. Hoboken: John Wiley & Sons, Inc.
67 Sambrook, J., Russell,  D.W. (2006) Isolation of DNA fragments from polyacrylamide gels by the crush and soak method. CSH Protoc, 198–202
68 Altschul, S. F.,  Gish, W.,  Miller, W.,  Myers, E. W. and  Lipman, D. J. (1990) Basic local alignment search tool. J. Mol. Biol., 215, 403–410
https://doi.org/10.1016/S0022-2836(05)80360-2 pmid: 2231712
69 Wallace, I. M.,  O’Sullivan, O.,  Higgins, D. G. and  Notredame, C. (2006) M-Coffee: combining multiple sequence alignment methods with T-Coffee. Nucleic Acids Res., 34, 1692–1699
https://doi.org/10.1093/nar/gkl091 pmid: 16556910
[1] QB-18130-OF-JAP_suppl_1 Download
[1] Rongbin Zheng, Xin Dong, Changxin Wan, Xiaoying Shi, Xiaoyan Zhang, Clifford A. Meyer. Cistrome Data Browser and Toolkit: analyzing human and mouse genomic data using compendia of ChIP-seq and chromatin accessibility data[J]. Quant. Biol., 2020, 8(3): 267-276.
[2] Shaoming Song, Hongfei Cui, Shengquan Chen, Qiao Liu, Rui Jiang. EpiFIT: functional interpretation of transcription factors based on combination of sequence and epigenetic information[J]. Quant. Biol., 2019, 7(3): 233-243.
[3] Ronak Y. Patel, Christian Garde, Gary D. Stormo. Determination of specificity influencing residues for key transcription factor families[J]. Quant. Biol., 2015, 3(3): 115-123.
Viewed
Full text


Abstract

Cited
  Shared   
  Discussed