Please wait a minute...
Shopping Cart Email List Chinese
Advanced Search Fig/Tab
Frontiers of Agricultural Science and Engineering

ISSN 2095-7505

ISSN 2095-977X(Online)

CN 10-1204/S

Postal Subscription Code 80-906

Featured Articles  |  Most Downloaded  |  Most Reading
Online Submission Subscribe to Our RSS Content Feed
Front. Agr. Sci. Eng.    2017, Vol. 4 Issue (3) : 295-304    https://doi.org/10.15302/J-FASE-2017159
REVIEW
The genetic regulation of skeletal muscle development: insights from chicken studies
Wen LUO1,2, Bahareldin A. ABDALLA1,2, Qinghua NIE1,2, Xiquan ZHANG1,2()
1. Department of Animal Genetics, Breeding and Reproduction, College of Animal Science, South China Agricultural University, Guangzhou 510642, China
2. Guangdong Provincial Key Lab of Agro-Animal Genomics and Molecular Breeding, and Key Lab of Chicken Genetics, Breeding and Reproduction, Ministry of Agriculture, South China Agricultural University, Guangzhou 510642, China
 Download: PDF(411 KB)   HTML
 Export: BibTeX | EndNote | Reference Manager | ProCite | RefWorks
Abstract

Skeletal muscle development is a complex multi-process trait regulated by various genetic factors. The chicken embryo is an ideal model system for studying skeletal muscle development. However, only a small proportion of the genetic factors affecting skeletal muscle development have been identified in chicken. The aim of this review is to summarize recent knowledge about the genetic factors involved in the regulation of skeletal muscle development in the chicken, such as gene polymorphisms, epigenetic modification, noncoding RNAs and transcription factors, which can influence skeletal muscle development at the genome, epigenome, transcriptome and proteome levels. Research on the regulation of skeletal muscle development in chicken is not yet comprehensive and most of the candidate genes and single nucleotide polymorphisms related to chicken muscle growth remain to be verified in experimental studies. In addition, the data derived from transcriptome sequencing and genome-wide association studies still require further investigation and analysis and comprehensive studies on the regulation of chicken skeletal muscle development will continue as a major research focus.
Keywords chicken      epigenetic modification      miRNAs      skeletal muscle development      SNP      transcription factor     
Corresponding Author(s): Xiquan ZHANG   
Just Accepted Date: 10 May 2017   Online First Date: 05 June 2017    Issue Date: 12 September 2017
 Cite this article:   
Wen LUO,Bahareldin A. ABDALLA,Qinghua NIE, et al. The genetic regulation of skeletal muscle development: insights from chicken studies[J]. Front. Agr. Sci. Eng. , 2017, 4(3): 295-304.
 URL:  
https://academic.hep.com.cn/fase/EN/10.15302/J-FASE-2017159
https://academic.hep.com.cn/fase/EN/Y2017/V4/I3/295
PolymorphismGene IDSkeletal muscle development related traitReference
A17299834GIGF1REviscerated weight[30]
G729TIGFBP2Breast muscle weight[31]
A663TIGFBP2Breast muscle weight
G738AIGFBP2Breast muscle weight and leg muscle weight
C/T SNP in intron 2IGFBP2Bodyweights[32]
g.570C>AIGF1Breast muscle weight[33]
C51978309TIGF1Transversal area of the leg and breast muscle fiber[34]
G6631778AGHRBodyweights[35]
G+ 1705AGHBodyweights[36]
MR2PIT1Bodyweight at 28 d, 42 d[37]
MR4PIT1Bodyweight at 84 d
MR5PIT1Bodyweight at 21 d, 28 d
g.3051C>TGHSRFinal bodyweight[38]
c.739+ 726T>C (M2)GHSRBreast muscle weight and leg muscle weight[39]
G1215AGHRLBodyweight[40]
8bp indelGHRLBodyweight
C71TGHRLBodyweight[41]
A241TMSTNBodyweight at hatching[42]
c.234G>AMSTNBodyweights[43]
G2283AMSTNBodyweights[44]
T46023CMEF2ALeg muscle weight[45]
T89232GMEF2ASemi-eviscerated percentage
87T>CMyf5Eviscerated weight[46]
154T>CMSTNBreast muscle weight
A446GMSTNBreast muscle percentage[47]
31-bp indelPAX7Breast muscle fiber diameter, leg muscle fiber diameter, breast muscle fiber density[48]
Tab.1  Single nucleotide polymorphisms located in myogenic genes associated with chicken skeletal muscle development
Fig.1  The network of transcription factors and miRNAs interacting during chicken myoblasts differentiation to myotubes. Light blue represents transcription factors; red represents miRNAs; yellow represents lincRNAs; white represents genes.
1 Ge Y, Sun Y, Chen J. IGF-II is regulated by microRNA-125b in skeletal myogenesis. Journal of Cell Biology, 2011, 192(1): 69–81
https://doi.org/10.1083/jcb.201007165 pmid: 21200031
2 Perry R L, Rudnick M A. Molecular mechanisms regulating myogenic determination and differentiation.Frontiers in Bioscience-landmark , 2000, 5(3): D750–D767
https://doi.org/10.2741/A548 pmid: 10966875
3 Luo W, Nie Q, Zhang X. MicroRNAs involved in skeletal muscle differentiation. Journal of Genetics and Genomics, 2013, 40(3): 107–116
https://doi.org/10.1016/j.jgg.2013.02.002 pmid: 23522383
4 Berkes C A, Tapscott S J. MyoD and the transcriptional control of myogenesis. Seminars in Cell & Developmental Biology, 2005, 16(4–5): 585–595
https://doi.org/10.1016/j.semcdb.2005.07.006 pmid: 16099183
5 Saccone V, Puri P L. Epigenetic regulation of skeletal myogenesis. Organogenesis, 2010, 6(1): 48–53
https://doi.org/10.4161/org.6.1.11293 pmid: 20592865
6 Palacios D, Puri P L. The epigenetic network regulating muscle development and regeneration. Journal of Cellular Physiology, 2006, 207(1): 1–11
https://doi.org/10.1002/jcp.20489 pmid: 16155926
7 Clop A, Marcq F, Takeda H, Pirottin D, Tordoir X, Bibé B, Bouix J, Caiment F, Elsen J M, Eychenne F, Larzul C, Laville E, Meish F, Milenkovic D, Tobin J, Charlier C, Georges M. A mutation creating a potential illegitimate microRNA target site in the myostatin gene affects muscularity in sheep. Nature Genetics, 2006, 38(7): 813–818
https://doi.org/10.1038/ng1810 pmid: 16751773
8 Feng Y, Cao J H, Li X Y, Zhao S H. Inhibition of miR-214 expression represses proliferation and differentiation of C2C12 myoblasts. Cell Biochemistry and Function, 2011, 29(5): 378–383
https://doi.org/10.1002/cbf.1760 pmid: 21520152
9 Oksbjerg N, Gondret F, Vestergaard M. Basic principles of muscle development and growth in meat-producing mammals as affected by the insulin-like growth factor (IGF) system. Domestic Animal Endocrinology, 2004, 27(3): 219–240
https://doi.org/10.1016/j.domaniend.2004.06.007 pmid: 15451071
10 Seale P, Sabourin L A, Girgis-Gabardo A, Mansouri A, Gruss P, Rudnicki M A. Pax7 is required for the specification of myogenic satellite cells. Cell, 2000, 102(6): 777–786
https://doi.org/10.1016/S0092-8674(00)00066-0 pmid: 11030621
11 Relaix F, Montarras D, Zaffran S, Gayraud-Morel B, Rocancourt D, Tajbakhsh S, Mansouri A, Cumano A, Buckingham M. Pax3 and Pax7 have distinct and overlapping functions in adult muscle progenitor cells. Journal of Cell Biology, 2006, 172(1): 91–102
https://doi.org/10.1083/jcb.200508044 pmid: 16380438
12 Dulak J. Many roles for Pax7. Cell Cycle, 2017, 16(1): 21–22
https://doi.org/10.1080/15384101.2016.1248729 pmid: 27764543
13 Finckenstein F G, Davicioni E, Osborn K G, Cavenee W K, Arden K C, Anderson M J. Transgenic mice expressing PAX3-FKHR have multiple defects in muscle development, including ectopic skeletal myogenesis in the developing neural tube. Transgenic Research, 2006, 15(5): 595–614
https://doi.org/10.1007/s11248-006-9011-9 pmid: 16952014
14 Buckingham M, Relaix F. PAX3 and PAX7 as upstream regulators of myogenesis. Seminars in Cell & Developmental Biology, 2015, 44: 115–125
https://doi.org/10.1016/j.semcdb.2015.09.017 pmid: 26424495
15 Rudnicki M A, Jaenisch R. The MyoD family of transcription factors and skeletal myogenesis. BioEssays, 1995, 17(3): 203–209
https://doi.org/10.1002/bies.950170306 pmid: 7748174
16 Megeney L A, Rudnicki M A. Determination versus differentiation and the MyoD family of transcription factors. Biochemistry and Cell Biology-Biochimie Et Biologie Cellulaire, 1995, 73(9-10): 723–732
https://doi.org/10.1139/o95-080 pmid: 8714693
17 Wood W M, Etemad S, Yamamoto M, Goldhamer D J. MyoD-expressing progenitors are essential for skeletal myogenesis and satellite cell development. Developmental Biology, 2013, 384(1): 114–127
https://doi.org/10.1016/j.ydbio.2013.09.012 pmid: 24055173
18 Black B L, Olson E N. Transcriptional control of muscle development by myocyte enhancer factor-2 (MEF2) proteins. Annual Review of Cell and Developmental Biology, 1998, 14(1): 167–196
https://doi.org/10.1146/annurev.cellbio.14.1.167 pmid: 9891782
19 Potthoff M J, Olson E N. MEF2: a central regulator of diverse developmental programs. Development, 2007, 134(23): 4131–4140
https://doi.org/10.1242/dev.008367 pmid: 17959722
20 Estrella N L, Desjardins C A, Nocco S E, Clark A L, Maksimenko Y, Naya F J. MEF2 transcription factors regulate distinct gene programs in mammalian skeletal muscle differentiation. Journal of Biological Chemistry, 2015, 290(2): 1256–1268
https://doi.org/10.1074/jbc.M114.589838 pmid: 25416778
21  Grobet L, Martin L J, Poncelet D, Pirottin D, Brouwers B, Riquet J, Schoeberlein A, Dunner S, Menissier F, Massabanda J, Fries R, Hanset R, Georges M.A deletion in the bovine myostatin gene causes the double-muscled phenotype in cattle. Nature Genetics, 1997, 17(1):7 1–74
22 van Rooij E, Liu N, Olson E N. MicroRNAs flex their muscles. Trends in Genetics, 2008, 24(4): 159–166
https://doi.org/10.1016/j.tig.2008.01.007 pmid: 18325627
23 Gong C, Li Z, Ramanujan K, Clay I, Zhang Y, Lemire-Brachat S, Glass D J. A long non-coding RNA, LncMyoD, regulates skeletal muscle differentiation by blocking IMP2-mediated mRNA translation. Developmental Cell, 2015, 34(2): 181–191
https://doi.org/10.1016/j.devcel.2015.05.009 pmid: 26143994
24 Cesana M, Cacchiarelli D, Legnini I, Santini T, Sthandier O, Chinappi M, Tramontano A, Bozzoni I. A long noncoding RNA controls muscle differentiation by functioning as a competing endogenous RNA. Cell, 2011, 147(2): 358–369
https://doi.org/10.1016/j.cell.2011.09.028 pmid: 22000014
25 Sousa-Victor P, Muñoz-Cánoves P, Perdiguero E. Regulation of skeletal muscle stem cells through epigenetic mechanisms. Toxicology Mechanisms and Methods, 2011, 21(4): 334–342
https://doi.org/10.3109/15376516.2011.557873 pmid: 21495871
26 Mok G F, Sweetman D. Many routes to the same destination: lessons from skeletal muscle development. Reproduction, 2011, 141(3): 301–312
https://doi.org/10.1530/REP-10-0394 pmid: 21183656
27 Hirst C E, Marcelle C. The avian embryo as a model system for skeletal myogenesis. Results and Problems in Cell Differentiation, 2015, 56: 99–122
https://doi.org/10.1007/978-3-662-44608-9_5 pmid: 25344668
28 Stern C D. The chick: a great model system becomes even greater. Developmental Cell, 2005, 8(1): 9–17
pmid: 15621526
29 Tickle C. The contribution of chicken embryology to the understanding of vertebrate limb development. Mechanisms of Development, 2004, 121(9): 1019–1029
https://doi.org/10.1016/j.mod.2004.05.015 pmid: 15296968
30 Lei M, Peng X, Zhou M, Luo C, Nie Q, Zhang X. Polymorphisms of the IGF1R gene and their genetic effects on chicken early growth and carcass traits. BMC Genetics, 2008, 9(1): 70
https://doi.org/10.1186/1471-2156-9-70 pmid: 18990245
31 Lei M M, Nie Q H, Peng X, Zhang D X, Zhang X Q. Single nucleotide polymorphisms of the chicken insulin-like factor binding protein 2 gene associated with chicken growth and carcass traits. Poultry Science, 2005, 84(8): 1191–1198
https://doi.org/10.1093/ps/84.8.1191 pmid: 16156202
32 Li Z H, Li H, Zhang H, Wang S Z, Wang Q G, Wang Y X. Identification of a single nucleotide polymorphism of the insulin-like growth factor binding protein 2 gene and its association with growth and body composition traits in the chicken. Journal of Animal Science, 2006, 84(11): 2902–2906
https://doi.org/10.2527/jas.2006-144 pmid: 17032782
33 Sato S, Ohtake T, Uemoto Y, Okumura Y, Kobayashi E. Polymorphism of insulin-like growth factor 1 gene is associated with breast muscle yields in chickens. Animal Science Journal, 2012, 83(1): 1–6
https://doi.org/10.1111/j.1740-0929.2011.00917.x pmid: 22250732
34 Lei M, Luo C, Peng X, Fang M, Nie Q, Zhang D, Yang G, Zhang X. Polymorphism of growth-correlated genes associated with fatness and muscle fiber traits in chickens. Poultry Science, 2007, 86(5): 835–842
https://doi.org/10.1093/ps/86.5.835 pmid: 17435016
35 Ouyang J H, Xie L, Nie Q, Luo C, Liang Y, Zeng H, Zhang X. Single nucleotide polymorphism (SNP) at the GHR gene and its associations with chicken growth and fat deposition traits. British Poultry Science, 2008, 49(2): 87–95
https://doi.org/10.1080/00071660801938817 pmid: 18409081
36 Nie Q, Sun B, Zhang D, Luo C, Ishag N A, Lei M, Yang G, Zhang X. High diversity of the chicken growth hormone gene and effects on growth and carcass traits. Journal of Heredity, 2005, 96(6): 698–703
https://doi.org/10.1093/jhered/esi114 pmid: 16267170
37 Nie Q, Fang M, Xie L, Zhou M, Liang Z, Luo Z, Wang G, Bi W, Liang C, Zhang W, Zhang X. The PIT1 gene polymorphisms were associated with chicken growth traits. BMC Genetics, 2008, 9(1): 20
https://doi.org/10.1186/1471-2156-9-20 pmid: 18304318
38 Kaczor U, Poltowicz K, Kucharski M, Sitarz A M, Nowak J, Wojtysiak D, Zieba D A.Effect of ghrelin and leptin receptors genes polymorphisms on production results and physicochemical characteristics of M. pectoralis superficialis in broiler chickens. Animal Production Science, 2016, 1(57): 42–50
https://doi.org/10.1071/AN15152
39 Fang M, Nie Q, Luo C, Zhang D, Zhang X. Associations of GHSR gene polymorphisms with chicken growth and carcass traits. Molecular Biology Reports, 2010, 37(1): 423–428
https://doi.org/10.1007/s11033-009-9556-9 pmid: 19437137
40 Fang M, Nie Q, Luo C, Zhang D, Zhang X. An 8bp indel in exon 1 of Ghrelin gene associated with chicken growth. Domestic Animal Endocrinology, 2007, 32(3): 216–225
https://doi.org/10.1016/j.domaniend.2006.02.006 pmid: 16766157
41 Li C C, Li K, Li J, Mo D L, Xu R F, Chen G H, Qiangba Y Z, Ji S L, Tang X H, Fan B, Zhu M J, Xiong T A, Guan X, Liu B. Polymorphism of ghrelin gene in twelve Chinese indigenous chicken breeds and its relationship with chicken growth traits. Asian-Australasian Journal of Animal Sciences, 2006, 19(2): 153–159
https://doi.org/10.5713/ajas.2006.153
42 Paswan C, Bhattacharya T K, Nagaraj C S, Chaterjee R N, Jayashankar M R. SNPs in minimal promoter of myostatin (GDF-8) gene and its association with body weight in broiler chicken. Journal of Applied Animal Research, 2014, 42(3): 304–309
https://doi.org/10.1080/09712119.2013.846859
43 Zhang G X, Zhao X H, Wang J Y, Ding F X, Zhang L. Effect of an exon 1 mutation in the myostatin gene on the growth traits of the Bian chicken. Animal Genetics, 2012, 43(4): 458–459
https://doi.org/10.1111/j.1365-2052.2011.02274.x pmid: 22497311
44 Zhang G, Ding F, Wang J, Dai G, Xie K, Zhang L, Wang W, Zhou S. Polymorphism in exons of the myostatin gene and its relationship with body weight traits in the Bian chicken. Biochemical Genetics, 2011, 49(1-2): 9–19
https://doi.org/10.1007/s10528-010-9380-x pmid: 20931358
45 Zhou Y, Liu Y, Jiang X, Du H, Li X, Zhu Q. Polymorphism of chicken myocyte-specific enhancer-binding factor 2A gene and its association with chicken carcass traits. Molecular Biology Reports, 2010, 37(1): 587–594
https://doi.org/10.1007/s11033-009-9838-2 pmid: 19774488
46 Yin H, Zhang Z, Lan X, Zhao X, Wang Y, Zhu Q. Association of MyF5, MyF6 and MyoG gene polymorphisms with carcass traits in Chinese Meat Type Quality chicken populations. Journal of Animal and Veterinary Advances, 2011, 10(6): 704–708
https://doi.org/10.3923/javaa.2011.704.708
47 Liu H, Xu Y, Xiong B, Hu W, Mei H, Shi H, Zuo B, Nie X, Wang H. Study on the Correlation between Polymorphisms of MyoG Gene and Growth Traits in Luning Chicken. China Animal Husbandry & Veterinary Medicine, 2015, 42(3): 629–637
48 Zhang S, Han R L, Gao Z Y, Zhu S K, Tian Y D, Sun G R, Kang X T. A novel 31-bp indel in the paired box 7 (PAX7) gene is associated with chicken performance traits. British Poultry Science, 2014, 55(1): 31–36
https://doi.org/10.1080/00071668.2013.860215 pmid: 24251689
49 Nicolae D L, Gamazon E, Zhang W, Duan S, Dolan M E, Cox N J. Trait-associated SNPs are more likely to be eQTLs: annotation to enhance discovery from GWAS. PLoS Genetics, 2010, 6(4): e1000888
https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1000888 pmid: 20369019
50 Xie L, Luo C, Zhang C, Zhang R, Tang J, Nie Q, Ma L, Hu X, Li N, Da Y, Zhang X. Genome-wide association study identified a narrow chromosome 1 region associated with chicken growth traits. PLoS One, 2012, 7(2): e30910
https://doi.org/10.1371/journal.pone.0030910 pmid: 22359555
51 Kamei Y, Miura S, Suzuki M, Kai Y, Mizukami J, Taniguchi T, Mochida K, Hata T, Matsuda J, Aburatani H, Nishino I, Ezaki O. Skeletal muscle FOXO1 (FKHR) transgenic mice have less skeletal muscle mass, down-regulated Type I (slow twitch/red muscle) fiber genes, and impaired glycemic control. Journal of Biological Chemistry, 2004, 279(39): 41114–41123
https://doi.org/10.1074/jbc.M400674200 pmid: 15272020
52 Kitamura T, Kitamura Y I, Funahashi Y, Shawber C J, Castrillon D H, Kollipara R, DePinho R A, Kitajewski J, Accili D. A Foxo/Notch pathway controls myogenic differentiation and fiber type specification. Journal of Clinical Investigation, 2007, 117(9): 2477–2485
https://doi.org/10.1172/JCI32054 pmid: 17717603
53 Yuan Y, Shi X E, Liu Y G, Yang G S. FoxO1 regulates muscle fiber-type specification and inhibits calcineurin signaling during C2C12 myoblast differentiation. Molecular and Cellular Biochemistry, 2011, 348(1–2): 77–87
https://doi.org/10.1007/s11010-010-0640-1 pmid: 21080037
54 Liu R, Sun Y, Zhao G, Wang H, Zheng M, Li P, Liu L, Wen J. Identification of loci and genes for growth related traits from a genome-wide association study in a slow- × fast-growing broiler chicken cross. Genes & Genomics, 2015, 37(10): 829–836
https://doi.org/10.1007/s13258-015-0314-1
55 Gu X, Feng C, Ma L, Song C, Wang Y, Da Y, Li H, Chen K, Ye S, Ge C, Hu X, Li N. Genome-wide association study of body weight in chicken F2 resource population. PLoS One, 2011, 6(7): e21872
https://doi.org/10.1371/journal.pone.0021872 pmid: 21779344
56 Liu R, Sun Y, Zhao G, Wang F, Wu D, Zheng M, Chen J, Zhang L, Hu Y, Wen J. Genome-wide association study identifies Loci and candidate genes for body composition and meat quality traits in Beijing-You chickens. PLoS One, 2013, 8(4): e61172
https://doi.org/10.1371/journal.pone.0061172 pmid: 23637794
57 Wang W, Zhang T, Wang J, Zhang G, Wang Y, Zhang Y, Zhang J, Li G, Xue Q, Han K, Zhao X, Zheng H. Genome-wide association study of 8 carcass traits in Jinghai Yellow chickens using specific-locus amplified fragment sequencing technology. Poultry Science, 2016, 95(3): 500–506
https://doi.org/10.3382/ps/pev266 pmid: 26614681
58 Chen B, Xu J, He X, Xu H, Li G, Du H, Nie Q, Zhang X. A genome-wide mRNA screen and functional analysis reveal FOXO3 as a candidate gene for chicken growth. PLoS One, 2015, 10(9): e0137087
https://doi.org/10.1371/journal.pone.0137087 pmid: 26366565
59 Luo W, Lin S, Li G, Nie Q, Zhang X. Integrative analyses of miRNA-mRNA interactions reveal let-7b, miR-128 and MAPK pathway involvement in muscle mass loss in sex-linked dwarf chickens. International Journal of Molecular Sciences, 2016, 17(3): 276
https://doi.org/10.3390/ijms17030276 pmid: 26927061
60 Lin S, Li H, Mu H, Luo W, Li Y, Jia X, Wang S, Jia X, Nie Q, Li Y, Zhang X. Let-7b regulates the expression of the growth hormone receptor gene in deletion-type dwarf chickens. BMC Genomics, 2012, 13(1): 306
https://doi.org/10.1186/1471-2164-13-306 pmid: 22781587
61 Du Y F, Ding Q L, Li Y M, Fang W R. Identification of differentially expressed genes and pathways for myofiber characteristics in soleus muscles between chicken breeds differing in meat quality. Animal Biotechnology, 2017, 28 (2): 83–93
pmid: 27623936
62 Zheng Q, Zhang Y, Chen Y, Yang N, Wang X J, Zhu D. Systematic identification of genes involved in divergent skeletal muscle growth rates of broiler and layer chickens. BMC Genomics, 2009, 10(1): 87
https://doi.org/10.1186/1471-2164-10-87 pmid: 19232135
63 Ouyang H, He X, Li G, Xu H, Jia X, Nie Q, Zhang X. Deep sequencing analysis of miRNA expression in breast muscle of fast-growing and slow-growing broilers.International Journal of Molecular Sciences , 2015, 16(7): 16242–16262
https://doi.org/10.3390/ijms160716242 pmid: 26193261
64 Luo W, Wu H, Ye Y, Li Z, Hao S, Kong L, Zheng X, Lin S, Nie Q, Zhang X. The transient expression of miR-203 and its inhibiting effects on skeletal muscle cell proliferation and differentiation. Cell Death & Disease, 2014, 5(7): e1347
https://doi.org/10.1038/cddis.2014.289 pmid: 25032870
65 Luo W, Li G, Yi Z, Nie Q, Zhang X. E2F1-miR-20a-5p/20b-5p auto-regulatory feedback loop involved in myoblast proliferation and differentiation. Scientific Reports, 2016, 6(1): 27904
https://doi.org/10.1038/srep27904 pmid: 27282946
66 Jia X, Lin H, Abdalla B A, Nie Q. Characterization of miR-206 promoter and its association with birthweight in chicken.International Journal of Molecular Sciences , 2016, 17(4): 559
https://doi.org/10.3390/ijms17040559 pmid: 27089330
67 Millay D P, O’Rourke J R, Sutherland L B, Bezprozvannaya S, Shelton J M, Bassel-Duby R, Olson E N. Myomaker is a membrane activator of myoblast fusion and muscle formation. Nature, 2013, 499(7458): 301–305
https://doi.org/10.1038/nature12343 pmid: 23868259
68 Li T, Wang S, Wu R, Zhou X, Zhu D, Zhang Y. Identification of long non-protein coding RNAs in chicken skeletal muscle using next generation sequencing. Genomics, 2012, 99(5): 292–298
https://doi.org/10.1016/j.ygeno.2012.02.003 pmid: 22374175
69 Li Z, Ouyang H, Zheng M, Cai B, Han P, Abdalla B A, Nie Q, Zhang X. Integrated analysis of long non-coding RNAs (lncRNAs) and mRNA expression profiles reveals the potential role of lncRNAs in skeletal muscle development of the chicken. Frontiers in Physiology, 2017, 7(7): 687
pmid: 28119630
70 Gottesfeld J M. Introduction to the thematic minireview series on epigenetics. Journal of Biological Chemistry, 2011, 286(21): 18345–18346
https://doi.org/10.1074/jbc.R111.243527 pmid: 21454488
71 Hu Y, Xu H, Li Z, Zheng X, Jia X, Nie Q, Zhang X. Comparison of the genome-wide DNA methylation profiles between fast-growing and slow-growing broilers. PLoS One, 2013, 8(2): e56411
https://doi.org/10.1371/journal.pone.0056411 pmid: 23441189
72 Zhang Y, Guo J, Gao Y, Niu S, Yang C, Bai C, Yu X, Zhao Z. Genome-wide methylation changes are associated with muscle fiber density and drip loss in male three-yellow chickens. Molecular Biology Reports, 2014, 41(5): 3509–3516
https://doi.org/10.1007/s11033-014-3214-6 pmid: 24566679
73 Geiman T M, Muegge K. DNA methylation in early development. Molecular Reproduction and Development, 2010, 77(2): 105–113
pmid: 19921744
74 Li S, Zhu Y, Zhi L, Han X, Shen J, Liu Y, Yao J, Yang X. DNA methylation variation trends during the embryonic development of chicken. PLoS One, 2016, 11(7): e0159230
https://doi.org/10.1371/journal.pone.0159230 pmid: 27438711
75 Yin H, Blanchard K L. DNA methylation represses the expression of the human erythropoietin gene by two different mechanisms. Blood, 2000, 95(1): 111–119
pmid: 10607693
76 Luo W, Li E, Nie Q, Zhang X. Myomaker, regulated by MYOD, MYOG and miR-140-3p, promotes chicken myoblast fusion.International Journal of Molecular Sciences , 2015, 16(11): 26186–26201
https://doi.org/10.3390/ijms161125946 pmid: 26540045
77 Cefalù S, Lena A M, Vojtesek B, Musarò A, Rossi A, Melino G, Candi E. TAp63gamma is required for the late stages of myogenesis. Cell Cycle, 2015, 14(6): 894–901
https://doi.org/10.4161/15384101.2014.988021 pmid: 25790093
78 Cam H, Griesmann H, Beitzinger M, Hofmann L, Beinoraviciute-Kellner R, Sauer M, Hüttinger-Kirchhof N, Oswald C, Friedl P, Gattenlöhner S, Burek C, Rosenwald A, Stiewe T. p53 family members in myogenic differentiation and rhabdomyosarcoma development. Cancer Cell, 2006, 10(4): 281–293
https://doi.org/10.1016/j.ccr.2006.08.024 pmid: 17045206
79 Moresi V, Marroncelli N, Coletti D, Adamo S. Regulation of skeletal muscle development and homeostasis by gene imprinting, histone acetylation and microRNA. Biochimica et Biophysica Acta, 2015, 1849(3): 309–316 
https://doi.org/10.1016/j.bbagrm.2015.01.002
[1] Chris PROUDFOOT, Gus MCFARLANE, Bruce WHITELAW, Simon LILLICO. Livestock breeding for the 21st century: the promise of the editing revolution[J]. Front. Agr. Sci. Eng. , 2020, 7(2): 129-135.
[2] Xunhe HUANG,Jinfeng ZHANG,Danlin HE,Xiquan ZHANG,Fusheng ZHONG,Weina LI,Qingmei ZHENG,Jiebo CHEN,Bingwang DU. Genetic diversity and population structure of indigenous chicken breeds in South China[J]. Front. Agr. Sci. Eng. , 2016, 3(2): 97-101.
[3] Weiya ZHANG,Wei WEI,Yuanyuan ZHAO,Shuhong ZHAO,Xinyun LI. The microRNA, miR-29c, participates in muscle development through targeting the YY1 gene and is associated with postmortem muscle pH in pigs[J]. Front. Agr. Sci. Eng. , 2015, 2(4): 311-317.
[4] Xue XU,Jiannan ZHANG,Juan LI,Yajun WANG. Molecular characterization of two suppressor of cytokine signaling 1 genes (SOCS1a and SOCS1b) in chickens[J]. Front. Agr. Sci. Eng. , 2015, 2(1): 73-83.
[5] Dandan ZHU,Xiaolei LIU,Rothschild MAX,Zhiwu ZHANG,Shuhong ZHAO,Bin FAN. Genome-wide association study of the backfat thickness trait in two pig populations[J]. Front. Agr. Sci. Eng. , 2014, 1(2): 91-95.
[6] Xinxing CUI,Chunhong YANG,Li KANG,Guiyu ZHU,Qingqing WEI,Yunliang JIANG. Expression pattern and regulation of head-to-head genes Vps36 and Ckap2 during chicken follicle development[J]. Front. Agr. Sci. Eng. , 2014, 1(2): 130-136.
[7] Qian DONG,Huiying LIU,Xinyun LI,Wei WEI,Shuhong ZHAO,Jianhua CAO. A genome-wide association study of five meat quality traits in Yorkshire pigs[J]. Front. Agr. Sci. Eng. , 2014, 1(2): 137-143.
[8] Ming TIAN,Suyun FANG,Yanqiang WANG,Xiaorong GU,Chungang FENG,Rui HAO,Xiaoxiang HU,Ning LI. Inverted duplication including Endothelin 3 closely related to dermal hyperpigmentation in Silkie chickens[J]. Front. Agr. Sci. Eng. , 2014, 1(2): 121-129.
[9] Fengxia YIN,Hui LIU,Shorgan BOU,Guangpeng LI. Oocyte-associated transcription factors in reprogramming after somatic cell nuclear transfer: a review[J]. Front. Agr. Sci. Eng. , 2014, 1(2): 104-113.
Viewed
Full text


Abstract

Cited
  Shared   
  Discussed